Calliphoridae

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 Lucilia caesar
Lucilia caesar
Classification
Règne Animalia
Embranchement Arthropoda
Sous-embr. Hexapoda
Classe Insecta
Sous-classe Pterygota
Infra-classe Neoptera
Super-ordre Endopterygota
Ordre Diptera
Sous-ordre Brachycera
Infra-ordre Muscomorpha
Super-famille Sarcophagoidea
Famille
Calliphoridae
 ?Hough, 1899
Références
ITIS : tsn 151495 (en)
Sous-familles de rang inférieur
  • Calliphorinae
    • Angioneurini
    • Calliphorini
  • Fainiinae
  • Luciliinae
  • Polleniinae
  • Chrysomyiinae
  • Phormiinae
  • Rhiniinae
  • Stomorhiniinae

Les Calliphoridae communément surnommées « mouches vertes et bleues » sont une famille de diptères brachycères calyptères ayant l'aspect de mouches aux couleurs métalliques. Si la majorité sont coprophages et nécrophages, certaines espèces ont une importance médicale ou vétérinaire car génératrices de myiases.

Sommaire

Morphologie

Les Calliphoridae ont l’aspect de mouches au corps robuste d’une taille de 4 à 16 mm aux couleurs métalliques bleu noir, bleu-violet, bleu-vert ou vert pour l’essentiel des espèces. Les genres Cordylobia et Auchmeromyia sont par contre de couleur jaunâtre ou brunâtre non métalliques.

Chez l'adulte, au niveau du thorax, le mesonotum présente quelques rangées de fortes soies, connues sous le nom de macrochètes. Les notopleures possède 2 soies bien développées (macrochètes notopleuraux) et les sternopleures ont 2 ou 3 macrochès sternopleuraux en position 1:1 ou 2:1, caractéristiques de la famille. Le macrochète posthuméral, est situé latéralement par rapport au macrochète présutural.

Biologie

Les Calliphoridae ont des biologies très variées : elles sont en majorité nécrophages, coprophages ou détritiphages, parfois prédatrices ou parasitoïdes d'escargots (le genre Melanomya Rondani) ou de vers de terre (des espèces des genres Bellardia, Onesia et Pollenia).

Les Calliphoridae sont habituellement les tout premiers insectes parvenant au contact d’un cadavre où va se dérouler le développement de leurs stades larvaires, devançant les larves de Sarcophagidae, muscidae ou celles d’autres familles nécrophages.

Les femelles sont anautogènes, c’est-à-dire qu’elles ont besoin pour amener leurs œufs à maturité d’un apport de protéines qu’elles trouvent dans la consommation de cadavres. Les œufs sont blancs ou jaunes de 0,6 à 1,5 mm de long ayant un peu l’aspect d’un grain de riz. La femelle pond en général 150 à 200 œufs par ponte et autour de 2 000 tout au long de sa vie

La majorité des espèces sont ovipares mais quelques unes sont vivipares.

Cette famille est riche de plus de 1500 espèces. Deux cent vingt huit espèces ont été recensées dans la région néotropicale et 113 en Europe.

Importance médicale et vétérinaire

Certaines espèces sont des parasites « myasigènes » facultatifs ou obligatoires, c'est-à-dire que leurs larves se développent aux dépens de tissus vivants de l'hôte vertébré, dont l'homme. Citons Cordylobia anthropophaga (ver de Cayor) dont les infestations sont fréquentes en Afrique et se retrouvent en Europe chez les voyageurs en provenance d'Afrique. Auchmeromyia senegalensis (ver des cases) sévit en Afrique subsaharienne, provoquant des myiases hématophages. Cochliomyia hominivorax s'attaque aux bétail ainsi qu'aux chevaux, moutons, chèvres, porcs, chiens mais également aux hommes. Chrysomya bezziana est un parasite obligatoire des mammifères, les larves se développant au niveau des blessures.

L'une des espèces de cette famille, Lucilia sericata, est utilisée traditionnellement et depuis quelques années par la médecine classique pour soigner les plaies au moyen de ses asticots (asticothérapie) ; mais il ne faut pas la confondre avec d'autres membres de la même famille qui peuvent consommer la chair vivante (ex : Lucilia bufonivora).

Cordylobia anthropophaga

Le « ver de Cayor » ou Cordylobia anthropophaga[1] est un parasite obligatoire de la peau en formant des furoncles à l’origine des « myiases furonculeuses ». Il parasite essentiellement le chien et l'homme, mais également le chat, le rat et le singe. Il sévit uniquement en Afrique subsaharienne.

Au stade adulte, c'est une mouche de 6 à 12 mm de long, de couleur brun-jaunâtre, avec des bandes noirâtres sur l’abdomen. Les yeux sont rapprochés chez le mâle, séparés chez la femelle.

Les femelles adultes sont actives en début de matinée et en fin de journée. Elles demeurent le reste de la journée et de la nuit dans des endroits sombres sous le toit des habitations. Les adultes se nourrissent du jus sucré des fruits, d'excréments et de liquides de décomposition de cadavres d'animaux.

La femelle vit 15 jours à trois semaines. Elle pond environ 150 à 300 œufs de 0,8 mm de long, sur une surface sèche et ombragée souillée auparavant par de l'urine ou des fèces, tels que du sable, des couches de bébé ou du linge mis à sécher. Elle ne pond jamais ses œufs directement sur la peau, ni sur les poils ou dans les cheveux.

L'éclosion survient au bout de trois jours. La larve néonate, longue de 1 mm, se déplace à la recherche d’un hôte, ce qui peut durer jusqu’à une dizaine de jours. Une fois la larve parvenue sur la peau, elle s'y enfouit. Elle s'installe dans le derme, laissant une petite ouverture à l'extérieur pour respirer. Les points de pénétration sont essentiellement les pieds, les doigts, les organes génitaux et, pour les animaux dormant sur le sol, les parties en contact avec celui-ci. L’homme ressent généralement une légère démangeaison pendant les premières 48 heures. La papule devient rouge et le prurit disparaît habituellement. La mue s'effectue deux ou trois jours après la pénétration. La larve de stade II, de 2,5 à 4 mm de long, est munie d’épines dirigées vers l'arrière qui empêchent toute sortie par l'orifice d’entrée.

La larve passe au stade III, 5 à 6 jours après l'invasion. L’hôte présente un furoncle ferme, avec une petite croûte sèche à l'apex (composée des sérosités jaunâtres produites par l'organisme et des déjections de l'asticot) recouvrant un pertuis de 2 à 3 mm de diamètre au fond duquel les stigmates postérieurs de la larve sont visibles. À ce stade, la victime souffre d’un prurit important. La larve peut mourir et sa cuticule provoque un abcès. Lorsque les furoncles sont très rapprochés sur les membres, un œdème peut survenir, suivi parfois de gangrène.

Une pression modérée à la base du furoncle suffit à faire sortir la larve, qui atteint 15 mm de long. Très active, de forme cylindrique, elle rampe rapidement sur le sol vers les endroits les plus sombres. Elle se nymphose au bout de 24 à 48 heures, la mue imaginale survenant au bout de 8 à 15 jours.

À ce jour (2008), le genre Cordylobia (sous famille Calliphorinae) ne comporte que 4 autres espèces : Cordylobia ebadiana, C. praegrandis, C. rodhaini et C. ruandae

Cochliomyia hominivorax

Cochliomyia hominivorax est une « mouche à viande » parasite obligatoire des mammifères et plus rarement des oiseaux. Sa répartition est strictement restreinte au Nouveau Monde.

Les femelles ne pondent pas sur des cadavres, mais sur des individus vivants, au niveau des plaies ou des orifices naturels.

Cochliomyia hominivorax mesure de 8 à 13 mm au corps massif à coloration métallique bleu-vert et présentant 3 bandes longitudinales sur la face dorsale du thorax. Elle partage ces caractères avec une seule autre espèce de myases des plaies, Cochliomyia macellaria (Fabricius).

Ces deux espèces se différencient par la présence de petites soies noires sur la plaque fronto-orbitale pour C. hominivorax, contre des soies jaune clair pour C. macellaria. Le cinquième (quatrième visible) tergite abdominal C. hominivorax n’est couvert que d’une fine poussière latérale, tandis que chez C. macellaria, il arbore une paire de tâches argentées. De plus, la base de la nervure costale est de couleur brune chez les femelles de C. hominivorax et jaune chez les femelles de C. macellaria.

Les femelles sont attirées par tout type de plaies, résultant de processus naturels (agressions réciproques, action de prédateurs, maladies, piqûres d'insectes ou de tiques) ou infligées par l'homme (tonte, marquage, castration…). L'ombilic des animaux nouveau-nés, la vulve et la région périnéale des femelles sont des points d'élection de la ponte. Si les œufs sont pondus sur des muqueuses, les larves pénètrent par les narines et les sinus, la bouche, les orbites et les orifices génitaux.

Les femelles sont actives aux heures les plus chaudes du jour, pondant entre 10 à 400 œufs (175 œufs en moyenne). Cette ponte va se répéter 3 à 4 fois tous les 2-3 jours, pour un total de 130O œufs. Les œufs sont blancs, cylindriques de 1 mm. Les œufs sont tous orientés dans le même sens et solidement fixés les uns aux autres et sur le substrat.

Les larves éclosent après 12 à 24 h d'incubation et se nourrissent immédiatement, des sécrétions des plaies et des tissus sous-jacents, se « vissant » dans ces tissus, qu'elles déchirent par leurs pièces buccales en hameçon, élargissant et creusant ainsi la plaie. Cette plaie dégage une odeur caractéristique, première indication qu'un animal du troupeau est infesté. Cette odeur est perçue par de nouvelles femelles pleines, qu'elle attire et qui vont pondre de nouvelles «portées» d'œufs aggravant ainsi l’infestation. Sans traitement, cette infestation peut être mortelle.

De 5 à 7 jours après la ponte, et après deux mues, les larves atteignent leur maturité. Elles cessent de s'alimenter, se détachent de la plaie et tombent sur le sol, où elles se terrent et se transforment en pupes, qui ont une forme de tonnelet brun. Les adultes émergent de la pupe dans la matinée et prennent leur vol. Les individus mâles sont matures dans les 24 h suivant leur éclosion. Les femelles n'atteignent leur maturité sexuelle qu’après 3 jours ; 4 jours après l'accouplement, elles sont aptes à la ponte. Les adultes ont une longévité de 2 à 3 semaines et se nourrissent sur des fleurs, les femelles ingérant de plus les protéines des sérosités des plaies.

La rapidité du développement larvaire dépend de la température de l'environnement et de celle des plaies, avec ralentissement aux températures basses, mais sans diapause. Le stade pupaire peut durer de 1 semaine à 2 mois selon la saison. Le cycle évolutif complet s'étend sur 2 à 3 mois par temps frais, 24 jours à 22 °C et se réduit à 18 jours en milieu tropical à 29 °C.

Liste des genres et espèces myiasigènes

Liste d'espèces qui provoquent des myases, c'est-à-dire des troubles dus à la présence de larves parasites dans un corps vivant, humain ou animal.

  • Auchmeromyia
    • Auchmeromyia senegalensis (synonyme = A. luteola)
  • Booponus
    • Booponus aldrichi Senior-White, 1940
    • Booponus borealis Rohdendorf, 1959
    • Booponus intonsus
    • Booponus malayana
  • Calliphora
  • Cochliomyia
  • Cordylobia
    • Cordylobia anthropophaga
    • Cordylobia rodhaini
  • Chrysomyia
    • Chrysomyia bezziana
    • Chrysomyia albiceps
    • Chrysomyia rufifacies
    • Chrysomyia megacephala
    • Chrysomyia varipes
  • Lucilia
  • Pachycheromyia
  • Phormia
    • Phormia regina
  • Protocalliphora
  • Protophormia
    • Protophormia terraenovae

Classifications

La taxinomie des Calliphoridae fait l'objet d'études controversées. Elle diffère donc considérablement selon les sources consultées.

Liste des sous-familles sur ITIS

Selon ITIS (15 mai 2010)[2] :

Liste des sous-familles et tribus sur NCBI

Selon NCBI (20 janv. 2011)[3] :

  • sous-famille Auchmeromyiinae
  • sous-famille Calliphorinae
  • sous-famille Chrysomyinae
    • tribu Chrysomyini
    • tribu Phormini
  • sous-famille Helicoboscinae
  • sous-famille Luciliinae
  • sous-famille Mesembrinellinae
  • sous-famille Polleniinae
  • sous-famille Rhiniinae
  • sous-famille Toxotarsinae

Liste extensive des sous familles, genres et espèces

Note : Cette liste a été réalisée d'après des études d' A.Z. Lehrer, sur la base des principaux travaux monographiques cités ci-dessous[4]. Elle ne fait pas actuellement l'objet d'un consensus au sein de la communauté scientifique.

  • Auchmeromyiinae
    • Auchmeromyia
      • Auchmeromyia bequaerti (Roubaud)
      • Auchmeromyia boueti (Roubaud)
      • Auchmeromyia choerophaga (Roubaud)
      • Auchmeromyia kurahashi Lehrer
      • Auchmeromyia luteola (Fabricius
      • Auchmeromyia pattoniella Lehrer
      • Auchmeromyia reidi Zumpt
  • Aphyssurinae
  • Ameniinae
  • Calliphorinae
    • Bellardia Robineau-Desvoidy, 1863
      • Bellardia bayeri Jacentkovský, 1937) (Europe)
      • Bellardia bisetosa
      • Bellardia obsoleta Meigen, 1824) (Europe)
      • Bellardia pandia Walker, 1849) (Europe)
      • Bellardia polita Mik, 1884) (Europe)
      • Bellardia stricta Villeneuve, 1926 (Europe)
      • Bellardia townsendi
      • Bellardia vespillo Fabricius, 1794) (Europe)
      • Bellardia viarum Robineau-Desvoidy, 1830) (Europe)
      • Bellardia vulgaris Robineau-Desvoidy, 1830) (Europe)
    • Adichosina
    • Calliphora Robineau-Desvoidy, 1830
      • Calliphora loewi (Enderlein, 1903) (Europe)
      • Calliphora stelviana (Brauer & Bergenstamm, 1891) (Europe)
      • Calliphora subalpina (Ringdahl, 1931) (Europe)
      • Calliphora uralensis Villeneuve, 1922 (Europe)
      • Calliphora vicina Robineau-Desvoidy, 1830 (Europe)
      • Calliphora vomitoria (Linnaeus, 1758) (Europe)
    • Choeromyia
    • Cordylobia Gruenberg, 1903
      • Cordylobia anthropophaga (Blanchard, 1893)
      • Cordylobia ebadiana Lehrer & Goergen, 2006
      • Cordylobia praegrandis Austen, 1910
      • Cordylobia rodhaini Gedoelst, 1910
      • Cordylobia ruandae Fain, 1953
    • Ethiochoa Lehrer, 2008
    • Hemigymnochaeta
      • Hemigymnochaeta candacia Lehrer
      • Hemigymnochaeta laticeps Zumpt
      • Hemigymnochaeta mulanjeniella Lehrer
      • Hemigymnochaeta varia Hough
    • Hemipyrellia
    • LuciliaRobineau-Desvoidy, 1830
      • Lucilia ampullacea Villeneuve, 1922
      • Lucilia bufonivora Moniez, 1876
      • Lucilia caesar Linnaeus, 1758
      • Lucilia illustris Meigen, 1826
      • Lucilia sericata Meigen, 1826
    • Neocordylobia
    • Ochromyia
    • Pachychoeromyia
    • Paratricyclea
    • Pericallimyia
    • Phumosia
    • Stasisia
    • Cynomya Robineau-Desvoidy, 1830
      • Cynomyia mortuorum (Linnaeus, 1761) (Europe)
    • Papuocalliphora
    • Paracalliphora
    • Tainanina
    • Polleniopsis
    • Melinda
  • Chrysomyinae
    • Achoetandrus Bezzi, 1927
      • Achoetandrus albiceps
      • Achoetandrus rubifacies
    • Chrysomyia Robineau-Desvoidy, 1830
      • Chrysomyia albiceps var. flaviceps
      • Chrysomyia albiceps var. indica
      • Chrysomyia albiceps var. mascarenhasi
      • Chrysomyia annulipes
      • Chrysomyia bella
      • Chrysomyia bezziana
      • Chrysomyia bipars
      • Chrysomyia chloropyga
      • Chrysomyia cyaneiventris
      • Chrysomyia divitiosa
      • Chrysomyia ethiopyga Lehrer
      • Chrysomyia inclinata
      • Chrysomyia laxifrons
      • Chrysomyia marginalis
      • Chrysomyia megacephala
      • Chrysomyia pingei
      • Chrysomyia putoria (Séguy)
      • Chrysomyia putoria var. adoxa
      • Chrysomyia putoria var. cyanea
      • Chrysomyia putoria var. pulchra
      • Chrysomyia speciosa
      • Chrysomyia wheeleri
    • Cochliomyia
      • Cochliomyia aldrichi Del Ponte, 1938
      • Cochliomyia hominivorax (Coquerel, 1858)
      • Cochliomyia macellaria (Fabricius, 1775)
      • Cochliomyia minima Shannon, 1926
    • Chloroprocta
      • Chloroprocta fuscanipennis (Macquart, 1851)
    • Paralucilia
      • Paralucilia wheeleri (Hough, 1899)
    • Onesia Robineau-Desvoidy, 1830
  • Faininae Lehrer, 2007
  • Phormiinae
    • Phormia Robineau-Desvoidy, 1830
    • Protocalliphora Hough, 1899
    • Protophormia Townsend, 1908
    • Trypocalliphora Peus, 1960
  • Coganomyiinae
  • Melanomyinae
    • Angioneura Braer & Bergenstamm, 1893
    • Melanomya Rondani, 1856
      • Melanomya abdominalis Reinhard 1929 (Opsodexia)
      • Melanomya bicolor Coquillett 1899 (Chaetona)
      • Melanomya flavescens Reinhard 1929 (Opelousia)
      • Melanomya flavipennis Coquillett 1902 (Chaetona)
      • Melanomya grisea Coquillett 1899 (Chaetona)
      • Melanomya mitis Reinhard 1945 (Opelousia
      • Melanomya nana (Meigen, 1826)
      • Melanomya obscura Townsend 1919 (Opelousia)
      • Melanomya ordinaria West 1925 (Chaetona)
      • Melanomya petiolata Pape, 1988
    • Melinda Robineau-Desvoidy, 1830
  • Myopinae
  • Pemphiginae
  • Polleniinae
    • Pollenia Robineau-Desvoidy, 1830
      • Pollenia dasypoda Portschinsky
      • Pollenia intermedia Robineau-Desvoidy
      • Pollenia rudis (Febricius)
      • Pollenia sytshevskajae Grunin
    • Nitellia Robineau-Desvoidy, 1830
      • Nitellia bisulca (Pandellé)
      • Nitellia bulgarica (Jacentkovsky)
      • Nitellia guernica Lehrer
      • Nitellia hermoniella Lehrer
      • Nitellia norvegiana Lehrer
      • Nitellia ospedaliana Lehrer
      • Nitellia pallida (Rohdendorf)
      • Nitellia vespillo (Fabricius)
  • Rhiniinae
  • Stomorhiniinae Lehrer, 2007
    • Bushrhina Lehrer, 2007
      • Bushrhina kirinya Lehrer
    • Lomwerhina Lehrer, 2007
      • Lomwerhina malobana Lehrer
      • Lomwerhina mulanjenia Lehrer
    • Stomorhina Rondani, 1861
      • Stomorhina ellinikia Lehrer
      • Stomorhina lilitha Lehrer
      • Stomorhina lunata (Fabricius)
      • Stomorhina selgae Lehrer
      • Stomorhina tanzibara Lehrer
    • Thairhina Lehrer, 2007
      • Thairhina sikorae (Villeneuve)
      • Thairhina theodorinella Lehrer

Liste des genres les plus connus au niveau mondial

  • Abago Grunin 1966
  • Acronesia Hall 1948
  • Adichosina Villeneuve 1934
  • Aldrichina Townsend 1934
  • Alikangiella Villeneuve 1927
  • Amenia Robineau-Desvoidy 1830
  • Angioneura Brauer & Bergenstamm 1893
  • Anthracomya Rondani 1856
  • Aphyssura Hardy 1940
  • Auchmeromyia Brauer & Bergenstamm 1891
  • Bellardia Robineau-Desvoidy 1863
  • Bequaertiana Curran 1929
  • Blepharicnema Macquart 1843
  • Booponus Aldrich 1923
  • Borbororhina Townsend 1917
  • Boreellus Aldrich & Shannon 1923
  • Britea Curran 1927
  • Bufolucilia Townsend 1919
  • Bushrhina Lehrer 2007
  • Caiusa Surcouf 1919
  • Calliphora Robineau-Desvoidy 1830
  • Catapicephala Macquart 1851
  • Cephenomyia Latreille 1818
  • Ceylnomyia Fan 1965
  • Chlororhina Townsend 1917
  • Chrysomyia Robineau-Desvoidy 1830
  • Chloroprocta Wulp 1896
  • Cochliomyia Townsend 1915
  • Compsomyiops Townsend 1918
  • Cordylobia Gruenberg 1903
  • Cosmina Robineau-Desvoidy 1830
  • Cyanus Hall 1948
  • Cynomya Robineau-Desvoidy 1830
  • Cynomyimima Rohdendorf 1924
  • Dexopollenia Townsend 1917
  • Diprodexia Séguy 1935
  • Eggisops Rondani 1862
  • Ethioporhina Lehrer 2007
  • Fainia Zumpt 1958
  • Gymnadichosia Villeneuve 1927
  • Hemigymnochaeta Corti 1895
  • Hemipyrellia Townsend 1918
  • Hypopygiopsis Townsend 1916
  • Idiella Brauer & Bergenstamm 1889
  • Idiopsis Brauer & Bergenstamm 1889
  • Isomyia Walker 1860
  • Kenia Malloch 1927
  • Lomwerhina Lehrer 2007
  • Lucilia Robineau-Desvoidy 1830
  • Melinda ERobineau-Desvoidy 1830
  • Melanodexia Williston 1893
  • Melanomya Rondani 1856
  • Metallea Wulp 1880
  • Metalliopsis Townsend 1919
  • Neocordylobia Villeneuve 1929
  • Nesodexia Villeneuve 1911
  • Nitellia Robineau-Desvody 1830
  • Ochromelinda Villeneuve 1915
  • Ochromyia Macquart 1835
  • Onesia Robineau-Desvoidy 1830
  • Onesihoplisa Villeneuve 1926
  • Onesiomima Rohdendorf 1962
  • Pachychoeromyia Villeneuve 1920
  • Paradichosia Senior-White 1923
  • Pericallimyia Villeneuve 1915
  • Perisiella Zumpt 1958
  • Peristasisea Villeneuve 1934
  • Pharyngomyia Schiner 1861
  • Phormia Robineau-Desvoidy 1830
  • Phormiata Grunin 1971
  • Phumosia Robiineau-Desvoidy 1830
  • Polleniopsis Townsend 1917
  • Pollenia Robineau-Desvoidy 1830
  • Pollenomyia Séguy 1935
  • Protocalliphora Hough 1899
  • Protophormia Townsend 1908
  • Pseudonesia Villeneuve 1924
  • Rhinia Robineau-Desvoidy 1830
  • Rhyncomya Robineau-Desvoidy 1830
  • Silbomyia Macquart 1843
  • Stasisia Surcouf 1914
  • Stegosoma Loew 1863
  • Steringomyia Pokorny 1889
  • Stomorhina Rondani 1861
  • Strongyloneura Bigot 1886
  • Tainanina Villeneuve 1926
  • Thairhna Lehrer 2007
  • Triceratopyga Rohdendorf 1931
  • Trichoberia Townsend 1932
  • Tricyclea Wulp 1884
  • Tricycleala Villeneuve 1937
  • Tricycleopsis Villeneuve 1927
  • Trypocalliphora Peus 1960
  • Vanemdenia Peris 1954
  • Villeneuviella Austen 1914
  • Zernyiella Zumpt 1956
  • Zumba Peris 1957
  • Xanthotryxus Aldrich 1930

Notes et références

  1. Blanchard & Béranger-Féraud
  2. ITIS, consulté le 15 mai 2010
  3. NCBI, consulté le 20 janv. 2011
  4. Voir les publications scientifiques citées dans la section « Bibliographie de référence »

Bibliographie de référence

  • FAN Z.D., 1992, Key to the common flies of Chine, sec. ed., Shanghai.
  • KANO, R. & SHINONAGA, S., 1968, Calliphoridae (Insecta, Diptera). Fauna Japonica, Tokyo.
  • LEHRER, A.Z., 1970, Considération phylogénétiques et taxonomiques sur la famille Calliphoridae (Diptera). Annot. zool. bot., Bratislava, 61:1-51.
  • LEHRER, A.Z., 1972, Familia Calliphoridae. Fauna Rep. Soc. Rom., Insecta, Diptera, 11(12), Bucuresti.
  • LEHRER, A.Z., 2005, Bengaliidae du monde (Insecta, Diptera). Pensoft.
  • SENIOR-WHITE, R., AUBERTIN, D. & SMART, J., 1940, Diptera, vol. VI. Family Calliphoridae. The Fauna of British India, London.
  • PERIS, S.V., 1952, La subfamilia Rhiniinae (Dipt., Calliphoridae). Anales estac. experim. Aula Dei., 3(1).
  • WANQI, X & MINGFU, W., 2006, Flies of the Qinghai-Xizang Plateau (Insecta, Diptera), Beijng.
  • ZUMPT, F., 1956, 64 i. Calliphorinae. Dans : LINDNER, E., Die Fliegen der palaearktichen Region, Stuttgart.
  • ZUMPT, F., 1956, Calliphoridae (Diptera Cyclorrhapha) Part I : Calliphorini and Chrysomyiini. Explor. Parc Nat. Albert. Miss. G.F. de Witte (1933-1935), fasc. 87. Bruxelles.
  • ZUMPT, F., 1958, Calliphoridae (Diptera Cyclorrhapha) Part II: Rhiniini. Explor. Parc Nat. Albert. Miss. G.F. de Witte (1933-1935), fasc. 92. Bruxelles.

Voir aussi

Articles connexes

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Contenu soumis à la licence CC-BY-SA. Source : Article Calliphoridae de Wikipédia en français (auteurs)

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