Microscopie électronique

Microscope électronique

Microscope électronique construit par Ernst Ruska en 1933.

Un microscope électronique est un type de microscope qui utilise un faisceau de particules d'électrons pour illuminer un échantillon et en créer une image très agrandie. Les microscopes électroniques ont un plus grand pouvoir de résolution que les microscopes optiques qui utilisent des rayonnements électromagnétiques et peuvent obtenir des grossissements beaucoup plus élevés allant jusqu'à 2 millions de fois, alors que les meilleurs microscopes optiques sont limitées à grossissement de 2000 fois. Les deux types de microscopes électroniques et optique ont une résolution limite, imposée par la longueur d'onde du rayonnement qu'ils utilisent. La résolution et le grossissement plus grands du microscope électronique sont dû au fait que la longueur d'onde d'un électron(longueur d'onde de de Broglie) est beaucoup plus petite que celle d'un photon de lumière visible.

Le microscope électronique utilise des lentilles électrostatiques et électromagnétiques pour former l'image en contrôlant le faisceau d'électrons et le faire converger sur un plan particulier par rapport à l'échantillon. Ce mode est similaire à la façon dont un microscope optique utilise des lentilles en verre pour converger la lumière sur ou au travers de l'échantillon pour former une image.

Sommaire

Historique

Le premier prototype de microscope électronique a été construit en 1931 par les ingénieurs allemands Ernst Ruska et Max Knoll.[1] Bien que ce premier instrument a été capable de grossir les objets que par quatre cent fois, il a montré les principes d'un microscope électronique. Deux ans plus tard, Ruska construit un microscope électronique qui a dépassé la résolution possible d'un microscope optique[1].

Reinhold Rudenberg, le directeur scientifique de Siemens, a breveté le microscope électronique en 1931, stimulé par une maladie dans la famille, pour rendre visible le virus de la poliomyélite. En 1937, Siemens a commencé à financer Ruska et Bodo von Borries pour mettre au point un microscope électronique. Siemens a également employé le frère de Helmut Ruska pour travailler sur des applications, en particulier avec des spécimens biologiques. [2][3]

Durant la même décennie, Manfred von Ardenne commença ses recherches sur le microscope électronique à balayage et son microscope électronique universel.[4]

Siemens a produit le premier microscope électronique en transmission commercial, en 1939, mais en pratique le premier microscope électronique, avait été construit à l'Université de Toronto en 1938, par Eli Franklin Burton et les étudiants Cecil Hall, James Hillier et Albert Prebus.[5]

Bien que les microscopes électroniques modernes peuvent grossir les objets jusqu'à deux millions de fois, ils sont toujours basés sur le prototype Ruska. Le microscope électronique est un élément essentiel de l'équipement de nombreux laboratoires. Les chercheurs les utilisent pour examiner les matières biologiques (tels que les micro-organismes et les cellules), une grande variété de molécules, les échantillons de biopsie médicale, les métaux et les structures cristallines et les caractéristiques des différentes surfaces. Le microscope électronique est aussi largement utilisé pour l'inspection, l'assurance qualité et une analyse de défaillance des applications dans l'industrie, y compris, notamment, de fabrication de dispositifs à semi-conducteurs.

Types de microscopes électroniques

Microscope électronique en transmission

La forme originale de microscope électronique, le microscope électronique en transmission utilise un faisceau d'électrons à haute tension pour créer une image. Les électrons sont émis par un canon à électrons, généralement munis d'un filament de tungstène comme cathode source d'électrons. Le faisceau d'électrons est accéléré par une anode en général à 100 keV (40 à 400 keV) par rapport à la cathode, concentré par des lentilles électrostatiques et électromagnétiques, et transmis sur la cible qui est en partie transparente pour les électrons et en partie les disperse. Quand il ressort de l'échantillon, le faisceau d'électrons comporte des informations sur la structure de l'échantillon qui sont amplifiées par le système de lentilles de l'objectif du microscope. La variation spatiale de cette information (l '«image») est vue par projection de l'image électronique agrandie sur un écran fluorescent recouvert d'un matériau scintillateur ou phosphore, tels que le sulfure de zinc. L'image peut être enregistrée photographiquement par l'exposition d'un film ou une plaque photographique directement sur le faisceau d'électrons ou d'une haute résolution de phosphore peut être couplé au moyen d'une lentille ou un système optique ou par fibre optique vers le capteur d'une caméra CCD (Charge-Coupled Device). L'image détectée par le CCD peut être affichée sur un moniteur ou un ordinateur.

La résolution est limitée essentiellement par l'aberration sphérique, mais une nouvelle génération de correcteurs d'aberration ont été en mesure de surmonter en partie l'aberration sphérique pour augmenter la résolution. Le logiciel de correction de l'aberration sphérique pour le TEM haute résolution (HRTEM) a permis la production d'images avec une résolution suffisante pour montrer les atomes de carbone en diamants séparés par seulement 0,89 ångström (89 picometres) et les atomes de silicium à 0,78 ångström (78 picometres)[6][7] au grossissement de 50 millions de fois.[8] La capacité à déterminer la position des atomes dans des matériaux a fait de la HRTEM un outil important pour la recherche et de développement dans la nanotechnologie.[9]

Microscope électronique à balayage

Image d'une fourmi par un microscope électronique à balayage

À la différence du MET, où le faisceau d'électrons à haute tension porte l'image de l'échantillon, le faisceau d'électrons du microscope électronique à balayage (MEB)[10] ne peut porter à tout moment une image complète de l'échantillon. Le SEM produit des images par sondage de l'échantillon avec un faisceau d'électrons qui concentré est analysé sur une zone rectangulaire de l'échantillon (raster scanning). Sur chaque point sur l'échantillon le faisceau d'électrons incident perd de l'énergie, cette perte d'énergie est convertie en autres formes, comme la chaleur, l'émission d'électrons secondaires de basse énergie, l'émission de lumière (cathodoluminescence) ou émission de rayons X . L'afficheur du MEB représente l'intensité variable de l'un de ces signaux dans l'image dans une position correspondant à la position du faisceau sur l'échantillon lorsque le signal a été généré. Dans l'image de la fourmi de droite, l'image a été construite à partir des signaux produits par un détecteur d'électrons secondaires, le mode d'imagerie conventionnelle normal de la plupart des MEB.

En règle générale, la résolution de l'image d'une MEB est d'environ un ordre de grandeur plus faible que celle d'un MET. Toutefois, parce que l'image du MEB repose sur les processus de surface plutôt que la transmission est en mesure d'échantillons en vrac à l'image de plusieurs centimètres de la taille (en fonction de la conception d'instruments) et a une plus grande profondeur de vue, et peut ainsi produire des images qui sont une bonne représentation de la structure 3D de l'échantillon.

Microscope électronique par réflexion

Article détaillé : Microscope électronique par réflexion.

Dans le microscope électronique par réflexion, comme dans le microscope électronique en transmission, un faisceau d'électrons est incident sur une surface, mais au lieu d'utiliser la transmission ou d'électrons secondaires le faisceau réfléchi d'électrons dispersés élastiquement est détecté. Cette technique est généralement associée à la réflexion High Energy Electron Diffraction (RHEED) et la réflexion à haute énergie du spectre de perte (RHELS). Une autre variante est Spin-Polarized Low-Energy Electron Microscopy (SPLEEM), qui est utilisé pour regarder la microstructure de domaines magnétiques[11].

Microscope électronique à balayage en transmission

(MEBT ou STEM pour Scanning transmission electron microscopy) est un type de modèle dont le principe de fonctionnement allie certains aspects du microscope électronique à balayage et du microscope électronique en transmission. Une source d'électrons focalise un faisceau d'électrons qui traverse l'échantillon. Un système de lentilles magnétiques permet à ce faisceau de balayer la surface de l'échantillon à analyser.

Préparation des échantillons

Un insecte recouvert en or avant d'être examiné avec un microscope électronique à balayage.

Les matériaux appelés à être regardés sous un microscope électronique peuvent nécessiter un traitement afin de produire un échantillon approprié. La technique requise varie selon le modèle et l'analyse requise :

  • Fixation chimique pour les spécimens biologiques visant à stabiliser la structure macromoléculaire mobile du spécimen par réticulation chimique des protéines avec des aldéhydes tels que le formaldéhyde et le glutaraldéhyde, et les lipides avec le tétroxyde d'osmium.
  • Cryofixation - gel rapide du spécimen, à la température de l'azote liquide voire de l'hélium liquide, afin que l'eau forme de la glace vitreuse (non cristalline). Cela préserve le spécimen dans un état instantané de sa solution. Tout un champ appelé cryo-microscopie électronique est dérivé de cette technique. Avec le développement de la cryo-microscopie électronique de sections vitreuses (CEMOVIS), il est maintenant possible d'observer des échantillons de pratiquement tous les spécimens biologiques à proche de son état naturel.
  • Déhydration - lyophilisation, ou le remplacement de l'eau avec des solvants organiques comme l'éthanol ou l'acétone, suivie de la phase critique de séchage ou d'infiltration de résines d'enrobage.
  • Intégration des spécimens biologiques - après la déshydratation, des tissus pour l'observation dans le microscope électronique à transmission est intégré, il peut être sectionné prêt pour le visionnement. Pour ce faire, le tissu est passé au travers de «solvants de transition», tels que le propane et l'époxy puis infiltré avec une résine, tels que la résine époxy Araldite; tissus peuvent également être intégrés directement dans l'eau avec de la résine acrylique. Après la résine polymérisée (durcie) l'échantillon est sectionné en mince tranche et coloré, il est alors prêt pour le visionnement.
  • Intégration des matériaux - après incorporation dans la résine, le spécimen est habituellement poli au fini de type miroir en utilisant des produits abrasifs ultra-fins. Le processus de polissage doit être effectué avec soin afin de réduire au minimum le polissage les rayures et autres artefacts qui réduisent la qualité de l'image.
  • Sectionnement - on produit de fines tranches du spécimen, semi transparent aux électrons. Ceux-ci peuvent être coupés avec un ultramicrotome avec un tranchant de diamant pour produire des tranches sur 60-90 nm d'épaisseur. Des tranchants jetables en verre sont également utilisés car ils peuvent être faits en laboratoire et sont beaucoup moins chers.
  • Métallisation - utilisation de métaux lourds comme le plomb, l'uranium ou de tungstène pour disperser les électrons d'imagerie et donc donner du contraste entre différentes structures, étant donné que de nombreux matériaux (notamment les biologiques), sont à peu près «transparents» aux électrons (objets à faible phase). En biologie, les spécimens sont peuvent être soit traités "en bloc" avant l'intégration soit plus tard, après lamélisation. Généralement les fines tranches sont colorées pendant plusieurs minutes avec une solution aqueuse alcoolisées d'acétate d'uranyle suivi de citrate de plomb aqueux.
  • Freeze-fracture ou de gel-etch - un mode de préparation particulièrement utile pour l'examen des membranes de lipides et des protéines intégrées en vue de face. Les tissus frais ou cellules en suspension sont congelés rapidement (cryofixed), puis fracturé par simple casser ou à l'aide d'un microtome tout en étant maintenu à la température de l'azote liquide. La surface froide fracturée (parfois «gravé» en augmentant la température à environ --100 °C pendant plusieurs minutes pour que la glace sublime) est ensuite contrastée avec des vapeur de platine ou d'or, à un angle moyen de 45° dans un évaporateur à vide. Une deuxième couche de carbone, évaporé perpendiculaire au plan moyen de la surface est souvent effectué pour améliorer la stabilité du revêtement. Le spécimen est ramené à température et pression ambiante, puis extrêmement fragile réplique métallique est détachée de la matière biologique sous-jacente par délicate digestion chimique par des acides, une solution d'hypochlorite ou de détergents SDS. Le reste flottant est soigneusement lavé des résidus chimiques, soigneusement accroché sur les grilles ME, séchée puis affichés dans la MET.
  • Ion Beam Milling - amincit l'échantillon jusqu'à ce qu'il soit transparent aux électrons par bombardement d'ions (en général d'argon) de la surface.
  • Conductive Coating - ultrathin Une couche de matériau conducteur électrique, est déposée, soit par évaporation sous vide de haut en bas ou par revêtement par pulvérisation sous vide sur l'échantillon. Ceci est fait pour éviter l'accumulation de champs électriques statiques, dans l'échantillon en raison de la nécessaires irradiation d'électrons au cours de l'imagerie. Ces couches comprennent l'or, or/palladium, le platine, le tungstène, le graphite etc.. et sont particulièrement importants pour l'étude des spécimens en microscopie électronique à balayage. Une autre raison pour le revêtement, même quand il y a assez de conductivité, est d'améliorer le contraste, une situation plus courante de la gestion d'un FESEM (émission de champ SEM). Quand une couche osmium est utilisée, une couche plus mince que ce serait possible avec l'un des revêtements mentionnés précédemment est possible[12].

Inconvénients

SEM image Pseudocolorée du panier d'alimentation du krill antarctique. images au microscope électronique ne sont pas porteurs de l'information de n'importe quelle couleur, ils sont gris. Le premier degré filtre soies procéder à v-forme de deux rangées de deuxième degré soies, la pointe est dirigée vers l'intérieur de la alimentation panier. Le mauve est une boule de micromètre de diamètre. Pour afficher la superficie totale de cette structure, il faudrait procéder à cette image de tuiles 7500 fois.

Les microscopes électroniques sont chers à construire et à entretenir, mais le capital et les coûts de fonctionnement des systèmes de microscope confocal maintenant dépassent ceux des microscopes électroniques de base. Ils sont dynamiques plutôt que statiques dans leur fonctionnement, nécessitant la fourniture d'une haute tension très stable, de courants à chaque bobine électromagnétique / lentille extrêmement stables, vide ou ultra-vide continuellement pompé, et un refroidissement par circulation d'eau des lentilles et des pompes. Comme ils sont très sensibles aux vibrations et aux champs magnétiques externes, les microscopes, visant à accroître les résolutions doivent être logés dans des bâtiments stable (parfois souterrains), avec des services spéciaux tels que les systèmes d'annulation du champ magnétique. Certains microscopes électroniques de bureau à faible tension ont des capacités MET à tes faible tension (autour de 5 kV) sans tension d'alimentation stricte, eau de refroidissement ou isolement de vibration et sont beaucoup moins coûteux d'acheter et de bien plus facile à installer et à entretenir, mais n'ont pas la même résolution ultra-élevé (échelle atomique) que de plus grands instruments.

Les échantillons doivent être largement consultés dans le vide, comme les molécules qui composent l'air qui dispersent les électrons. Une exception est le microscope électronique à balayage environnemental, qui permet à des échantillons hydratés d'être observés à une basse pression (jusqu'à 2.7 kPa) en milieu humide. Les microscopes électroniques à balayage habituellement imagent le mieux des matériaux semi-conducteurs ou conducteurs. Des matériaux non conducteurs peuvent être imagées par un microscope électronique à balayage environnemental. Une technique de préparation est d'enrober l'échantillon avec une couche de quelques nanomètres de matériau conducteur, comme l'or, à partir d'une machine de pulvérisation cathodique, mais ce processus a la possibilité de perturber les échantillons délicats.

Les spécimens petits et stables tels que les nanotubes de carbone, de diatomées frustules et petits cristaux de minéraux (les fibres d'amiante, par exemple) ne nécessitent pas de traitement spécial avant d'être examiné dans le microscope électronique. Les échantillons de matériaux hydraté, dont presque tous les spécimens biologiques doivent être préparés de diverses façons, pour les stabiliser, réduire leur épaisseur (ultrathin sections) et à accroître leur contraste aux électrons (coloration). Ces processus peuvent résulter en artefacts, mais ils peuvent généralement être identifiées en comparant les résultats obtenus à l'aide de méthodes de préparation radicalement différentes. Il est généralement estimé par les scientifiques travaillant dans le domaine que les résultats de différentes techniques de préparation ont été comparés et qu'il n'y a pas de raison qu'elles devraient tous produire des artefacts similaires, il est raisonnable de croire que la microscopie électronique correspondent à celles des cellules vivantes. En outre, Les résultats à plus haute résolution ont été directement comparés aux résultats de la cristallographie aux rayons X, en fournissant une confirmation indépendante de la validité de cette technique. Depuis les années 1980, l'analyse de spécimens cryofixés, vitrifiés est aussi devenu de plus en plus utilisés par les scientifiques, confirmant la validité de cette technique.[13][14][15]

Liens externes

Général

Historique

Autre

Bibliographie

Notes et références

  1. a  et b Ernst Ruska Nobel Prize autobiography
  2. Ernst Ruska Autobiography. Mis en ligne le 2007-02-06
  3. DH Kruger, P Schneck and HR Gelderblom, « Helmut Ruska and the visualisation of viruses », dans The Lancet, vol. 355, no 9216, May 13, 2000, p. 1713–1717 [lien DOI] 
  4. (de) M von Ardenne and D Beischer, « Untersuchung von metalloxud-rauchen mit dem universal-elektronenmikroskop », dans Zeitschrift Electrochemie, vol. 46, 1940, p. 270–277 
  5. MIT biography of Hillier
  6. OÅM: World-Record Resolution at 0.78 Å, (May 18, 2001) Berkeley Lab Currents.
  7. (en) P. D. Nellist, M. F. Chisholm, N. Dellby, O. L. Krivanek, M. F. Murfitt, Z. S. Szilagyi, A. R. Lupini, A. Borisevich, W. H. Sides, Jr., S. J. Pennycook, « Direct Sub-Angstrom Imaging of a Crystal Lattice », dans [[1]], vol. 305, no 5691, 17 septembre 2004, p. 1741 
  8. The Scale of Things, DOE Office of Basic Energy Sciences (BES).
  9. Michael A. O'Keefe, Lawrence F. Allard, « Sub-Ångstrom Electron Microscopy for Sub-Ångstrom Nano-Metrology », dans {{{périodique}}} [texte intégral] 
  10. SCANNING ELECTRON MICROSCOPY 1928 - 1965
  11. (en)National Center for Electron Microscopy : SPLEEM
  12. http://www.2spi.com/catalog/osmi-coat.html
  13. Marc Adrian, « Cryo-electron microscopy of viruses », dans Nature, vol. 308, no 5954, 1984, p. 32–36 [lien DOI] 
  14. I. Sabanay, « Study of vitrified, unstained frozen tissue sections by cryoimmunoelectron microscopy », dans Journal of Cell Science, vol. 100, no 1, 1er Sep 1991, p. 227–236 [texte intégral lien PMID] 
  15. S. Kasas, « Vitrification of cryoelectron microscopy specimens revealed by high-speed photographic imaging », dans Journal of Microscopy, vol. 211, no 1, 2003, p. 48–53 [lien DOI] 
  • (en) Cet article est partiellement ou en totalité issu d’une traduction de l’article de Wikipédia en anglais intitulé « Electron microscope ».
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